Parvovirus y distemper canino: Una actualización de los métodos diagnósticos para la práctica veterinaria
PALABRAS CLAVE > Parvovirus > distemper > gasroenteritis viral
> diagnóstico > patogenicidad
Departamento Técnico Lapisa
Animales de Compañia.
Introducción
Las enfermedades gastroentéricas se presentan con frecuencia, tienen diversos agentes etiológicos como: virus, bacterias, parásitos, problemas inmunomediados etc. Los signos clínicos más comunes que se presentan son vómitos y diarrea, que son potenciales fuentes de diseminación de partículas infecciosas, pudiendo así afectar a un gran número de animales (Abd El-Baky et al., 2017). La gastroenteritis viral se considera la enfermedad más relevante, debido a su alta incidencia y patogenicidad, facilidad para transmitirse entre animales y supervivencia en el entorno (Pereira, 2014). Los patógenos más comunes reportados para promover la gastroenteritis viral se encuentran los parvovirus y el virus del moquillo canino, que casi siempre están relacionados con signos clínicos como diarrea y vómito (Greene et al., 2015). Los animales infectados con parvovirus pueden tener síntomas extensos debido al virus que afecta el tracto gastroentérico, la médula ósea, miocardio, piel y sistema nervioso, diarrea hemorrágica amarillenta, aparición repentina vómitos, anorexia, letargo, apatía, fiebre, cambios en los patrones hematológicos como leucopenia debido a la destrucción inmune y en algunos casos, anemia, entre otras enfermedades secundarias (Degene et al., 2019). El distemper presenta signos clínicos como: encefalopatías multifocales, inclinación de la cabeza, nistagmo, leucopenia, desequilibrios, parálisis, mioclonías, pérdida de apetito, depresión, convulsiones en casos graves, secreción ocular, secreción nasal, amigdalitis, estados febriles, diarrea, vómitos, tos seca que tiende a volverse húmeda, disnea, dermatitis purulenta y ceguera (Greene et al., 2015).
A pesar de que los problemas gastroentéricos virales son las enfermedades que se presentan comúnmente en la clínica veterinaria, tienen altas tasas de morbilidad y mortalidad en la población canina, aún existe falta de información actual sobre el diagnóstico de distemper y parvovirus canino lo que influye negativamente en el tratamiento de la enfermedad ya que los signos clínicos que están enfermedades presentan son inespecíficos, por lo tanto, el objetivo de este trabajo es mostrar información sobre los métodos diagnósticos para estas enfermedades utilizados actualmente en medicina veterinaria.
Generalidades del parvovirus canino
La enteritis parvoviral canina es una de las causas más comunes de morbilidad y mortalidad en perros jóvenes en todo el mundo. El parvovirus canino pertenece al género Protoparvovirus, familia Parvoviridae, es un virus de ADN monocatenario (Figura 1) que infecta células del tracto gastrointestinal, médula ósea, tejido linfoide y miocitos cardíacos. El origen del parvovirus canino sigue siendo desconocido. Porque el parvovirus canino (CPV) comparte un 98 % de homología estructural con el virus de la panleucopenia felina, la teoría es que el CPV puede haber resultado de una variante genética que más tarde se volvió capaz de infectar a los perros. Debido a que la familia Parvoviridae se encuentra en otros mamíferos salvajes, incluidos visón salvaje, la variación genética de otros animales silvestres también puede haber desempeñado un papel en la evolución de CPV-1 y CPV-2 (Figura 2).
El contagio de perros sanos se produce de manera oronasal o parenteral (Pereira, 2014). La infección comienza cuando el virus se une a los receptores de superficie, especialmente glicoproteínas, que se replican en los tejidos linfoides de la orofaringe, ganglios linfáticos mesentéricos y timo. A través de la vía hematógena y vía linfática se lleva a cabo el proceso de viremia y se propagan a otras regiones, como otros ganglios linfáticos, intestino delgado y médula ósea. En la región medular, el virus puede promover una acción destructora en los precursores eritroides, mieloides y líneas celulares megacariocíticas, promoviendo la hipoplasia medular (Woldemskel et al., 2011). La mayoría de las veces, el epitelio intestinal es el más afectado, especialmente el de las criptas del intestino delgado, que dan origen a las células de las vellosidades. A medida que avanza la enfermedad, otras regiones también se ven afectadas, como la región yeyunal.
Figura 1. Estructura del parvovirus canino
Los virus afectan el estado germinativo base de las células, alterando la renovación epitelial y causando necrosis en extensas áreas de criptas y vellosidades, ocasionando una condición inflamatoria severa con cambios en la absorción/regulación de nutrientes y electrolitos y la aparición de diarrea mucosa y/o sanguinolenta (Figura 3) (Greene et al., 2015).
El contagio de perros sanos se produce de manera oronasal o parenteral (Pereira, 2014). La infección comienza cuando el virus se une a los receptores de superficie, especialmente glicoproteínas, que se replican en los tejidos linfoides de la orofaringe, ganglios linfáticos mesentéricos y timo. A través de la vía hematógena y vía linfática se lleva a cabo el proceso de viremia y se propagan a otras regiones, como otros ganglios linfáticos, intestino delgado y médula ósea. En la región medular, el virus puede promover una acción destructora en los precursores eritroides, mieloides y líneas celulares megacariocíticas, promoviendo la hipoplasia medular (Woldemskel et al., 2011). La mayoría de las veces, el epitelio intestinal es el más afectado, especialmente el de las criptas del intestino delgado, que dan origen a las células de las vellosidades. A medida que avanza la enfermedad, otras regiones también se ven afectadas, como la región yeyunal. Los virus afectan el estado germinativo base de las células, alterando la renovación epitelial y causando necrosis en extensas áreas de criptas y vellosidades, ocasionando una condición inflamatoria severa con cambios en la absorción/regulación de nutrientes y electrolitos y la aparición de diarrea mucosa y/o sanguinolenta (Figura 3) (Greene et al., 2015).
Superficie de la cápside del parvovirus canino, que indica el cilindro de cinco pliegues, el pico de tres pliegues y la depresión de dos pliegues. Las cápsides varían en tamaño de 18 a 26 nm con simetría icosaédrica que consta de dos ejes quíntuples y tienen regiones variables que afectan las interacciones virus-célula-huésped. Modificado de Hueffer y Parrish, 2003.
Figura 3. Principales signos clínicos del parvovirus canino
Entre las diversas formas de diagnóstico, el método más común para el cribado inicial y la detección del parvovirus canino es el uso de un ELISA inmunocromatográfico en clínica que tiene un alto grado de sensibilidad, pero de especificidad intermedia a baja, en comparación con métodos moleculares como como PCR, como Alere Parvovirose Ag Test Kit® y Alere Cinomose Ag Test Kit®. Se pueden realizar debido a la facilidad de ejecución y permiten dar un diagnóstico rápidamente, sin embargo, pueden dar resultados falsos o dudosos, por lo que,es necesario realizar otras pruebas (Suătean et al., 2020). Alere Parvovirose Ag Test Kit® es una prueba inmunocromatográfica, que reporta una especificidad igual al 98,8% y sensibilidad del 100%, para la detección de antígenos de parvovirus por medio de muestras biológicas de hisopado rectal o incluso heces frescas (Alere, 2019). Esta prueba ha mostrado precisión para la detección de antígenos mediante un mecanismo de tinción que permite una lectura rápida del resultado presentado. En la prueba hay 02 líneas, la prueba y el control, que permanecen invisibles antes de su uso. Al comenzar el uso y el análisis en un período de 5 a 10 minutos, las líneas son coloreadas y si ambas se colorean se considera un animal positivo, si sólo hay una coloreada (línea control) es un animal negativo, pero, en algunos casos, se producen fallos. Entre ellos, ninguna de las líneas puede ser de colores; en estos casos, se debe descartar el resultado y repetir la prueba. Otros fracasos en la detección puede ser el resultado de numerosos factores como, por ejemplo, en los casos en que hay es una cantidad insuficiente de muestra. Para que la prueba sea eficiente en la determinación del resultado, es necesario que haya una cantidad adecuada de muestra biológica depositada, para para teñir la línea de manera eficiente y con un color fuerte. Cuando hay insuficiencia o reducción de la porción analizada es posible que haya resultados dudosos, ya que también de esto depende la lectura del performer (Desario et al., 2005).
En este momento, los métodos de PCR basados en ADN para la detección de virus se consideran los más sensibles y específicos, pero no están disponibles de inmediato en la práctica clínica (Decaro et al., 2014). Otros métodos, como microscopía electrónica, hemaglutinación y virus solo están disponibles de forma limitada en laboratorios especializados y no son tan sensibles como los métodos de PCR o ELISA más disponibles (Decaro et al., 2014). Hay muchas razones por las que la prueba ELISA fecal puede dar falsos negativos. La carga viral fecal de parvovirus, los títulos de anticuerpos séricos y el tiempo de los signos clínicos para la prueba se compararon, y los perros que tenían el resultado de la ELISA fecal con falso negativo característicamente fueron presentados para evaluación en el curso más temprano de la enfermedad, por lo que tenían cargas de virus fecales más bajas y tenían una menor frecuencia de defecación y títulos de anticuerpos séricos más altos en comparación con perros que dieron positivo para parvovirus canino por ELISA fecal (Proksch et al., 2015). Las muestras fecales deben contener un mínimo de 106 copias de ADN por miligramo de heces para dar positivo por ELISA (Decaro et al., 2013). Los anticuerpos de parvovirus canino dentro del tracto gastrointestinal pueden secuestrar partículas de virus y hacer que no estén disponibles para la detección por ELISA (Macintire et al., 1996). La prueba fecal para parvovirus está justificada en cualquier cachorro con signos clínicos de vómitos y diarrea, si un animal da una prueba negativa por ELISA fecal y existe preocupación por la infección de otros animales en perreras o refugios de cría, se deben considerar pruebas adicionales por PCR.
Actualizaciones en el diagnóstico de parvovirus
Un diagnóstico definitivo del parvovirus canino se realiza por medio de las heces de perros afectados, existen diferentes métodos como el aislamiento viral, la hemaglutinación fecal, la aglutinación en látex, la inmunocromatografía, el PCR y microscopía electrónica (Wilkes et al., 2015).
Diferentes signos clínicos observados entre los perros infectados con el virus del parvovirus canino. Vómitos (A), diarrea con sangre (B), diarrea mucoide (C) y enteritis hemorrágica (D)(Tomado de Sayed-Ahmed et al., 2020).
El virus llega al sistema nervioso central, vía hematógena, alrededor de 8 a 9 días después del inicio de los síntomas, causando encefalitis aguda y/o subaguda (Rendon-Marin et al., 2019), con lesiones en las sustancias blancas y grises del cerebro, que pueden evolucionar a la polioencefalomalacia (necrosis de sustancia gris). Además, el virus también se multiplica en el plexo coroideo, una estructura responsable de la producción de líquido cefalorraquídeo, difundiéndose fácilmente a las regiones que entran en contacto con el líquido, como el nervio óptico (Greene et al., 2015). También afecta a la región anterior de los bulbos olfatorios, alterando toda la corteza olfatoria y el sistema límbico, que es responsable de las emociones y el comportamiento social. La gravedad y el número de lesiones son variables debido a factores inmunológicos y característicos de cada animal (Greene et al., 2015). Al entrar en contacto con el epitelio del tracto gastrointestinal, el virus puede penetrar y se multiplica en el tejido linfático del estómago e intestino delgado, induciendo a los linfocitos regionales a la apoptosis, comprometiendo la inmunidad (Carvalho et al., 2012). La presencia del virus provoca la degradación de los epitelios y la destrucción de los linfocitos, provocando una grave respuesta inflamatoria, que resulta en gastroenteritis (a menudo con sangre), que generalmente viene con vómitos (Freitas, 2019).
Actualizaciones en el diagnóstico de distemper canino
Se prefiere el diagnóstico ante mortem debido al alto potencial infeccioso de la enfermedad, combinado con una alta tasa de mortalidad y una rápida progresión. El diagnóstico inicial depende principalmente de la identificación de los signos clínicos asociados con una infección. Sin embargo, esta forma de diagnóstico sigue siendo problemática y difícil debido a las variadas presentaciones clínicas de la enfermedad. Se han realizado pruebas diagnósticas serológicas e inmunológicas, desarrolladas para la detección del virus en animales domésticos. El diagnóstico se confirma principalmente post mortem mediante histopatología con tinciones tisulares inmunológicas, aunque la especificidad y la sensibilidad para este último no se conoce para la mayoría de la vida especies silvestres.De igual forma que para parvovirus, existe Alere Cinomose Ag Test Kit® que es una prueba inmunocromatográfica para la detección cuantitativa del antígeno, para su realización se pueden utilizar: secreciones oculares, nasales, salivales, urinarias o incluso muestras de plasma, esta prueba reporta una especificidad del 97,7% y una sensibilidad del 98,8% (Alere, 2019). Funciona de manera similar a la prueba de parvovirus, en la que una o dos líneas se tiñen en un período entre 5 - 10 minutos. Es probable que ocurran casos de falla de detección debido a los factores discutidos anteriormente (Decaro et al., 2007).
El advenimiento de las técnicas moleculares trae herramientas de diagnóstico que son excelentes en cuanto a sensibilidad y especificidad (Martella et al., 2008). Una de varias técnicas que se han desarrollado para la detección molecular, es la (RT) PCR (Castilho et al., 2007), que se ha utilizado ampliamente, dirigida predominantemente al gen N altamente conservado. Los métodos de RT-PCR son más sensibles, específicos y rápidos en comparación con los métodos de cultivo convencionales. La sensibilidad también varía dependiendo de la fuente de la muestra, el método de extracción y elección de cebadores (Saito et al., 2006).
Una técnica diagnóstica más rápida para la detección del virus es la RT-PCR en tiempo real (Elia et al., 2006). La RT-PCR en tiempo real (Figura 6) se utiliza para tanto en diagnóstico como en investigación y es especialmente útil para la detección de diversos patógenos (Scagliarini et al., 2007). Por otra parte, también existen ensayos serológicos para detectar y determinar títulos específicos de anticuerpos contra distemper canino como la prueba de anticuerpos fluorescentes indirectos (IFAT), la ELISA y la prueba de seroneutralización. Tanto la IFAT como ELISA se utilizan para detectar anticuerpos IgM e IgG contra el virus en perros domésticos y varios huéspedes no caninos. La presencia de IgM no solo confirma la infección aguda actual por moquillo, sino que se utiliza para diagnosticar retrospectivamente el virus mediante la detección de seroconversión en muestras de suero recolectadas durante la fase aguda y de recuperación de la enfermedad (Blixenkrone et al., 1991).
Conclusión
Para establecer el diagnóstico de parvovirus y distemper se deben tener en cuenta todos los síntomas que presenta el animal, la historia y estudios de sangre realizados para revisar el análisis general del estado del paciente, además del diagnóstico diferencial de otros virus entéricos. Para obtener un diagnóstico definitivo, se requieren pruebas específicas para la detección del virus o anticuerpos, como pruebas inmunocromatográficas, microscopía electrónica, inmunohistoquímica, inmunofluorescencia, aislamiento del virus a partir de tejidos infectados, PCR y ELISA.
Las pruebas moleculares se han reportado como las más sensibles y especificas en las enfermedades virales, por lo que es importante tener en cuenta que al PCR es una herramienta diagnostica que debe ser considerada en este tipo de pacientes.
Foto 5. Manifestaciones cutáneas del virus. Tomado de amcny.org/blog/2018/07/25/distemper-in-pets
Foto 6. RT PCR tiempo real.
Referencias
1. Abd El-Baky, A. A.; Mousa, S. A.; Kelany, W. M. Diagnosis of hemorrhagic gastroenteritis in dogs. Bioscience Research, v. 14, n. 4, p. 1223-1229, 2017.
2. Pereira, C. A. D. In: Ettinger, S. J.; Feldman, E. C. Treatise on Veterinary Internal Medicine: Dog and cat diseases. 5. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2014. v. 2, p. 2420-2433.
3. Greene, C. E.; Decaro, N. In: Greene, C. E. Infectious Diseases in Dogs and Cats. 4th ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2015, p.161-179.
4. Degene, B.; Zebene, M. International Journal of Advanced Research in Biological Sciences, v. 6, n. 7, p. 12-19, 2019.
5. Greene, C. E.; Vandevelde, M. In: Greene, C. E. Infectious Diseases in Dogs and Cats. 4th ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2015, p.72-108.
6. Woldemskel M, Liggett A, Ilha M, et al. Canine parvovirus-2b associated erythema multiforme in a litter of English setter puppies. J Vet Diagn Invest 2011; 23(3):576–80
7. Sayed-Ahmed, M. Z., Elbaz, E., Younis, E., & Khodier, M. (2020). Canine parvovirus infection in dogs: Prevalence and associated risk factors in Egypt. World, 10(4), 571-577.
8. Wilkes RP, Lee PA, Tsai YL, Tsai CF, Chang HH, Chang HG and Wang HT (2015). An insulated isothermal PCR method on a field-deployable device for rapid and sensitive detection of canine parvovirus type 2 at points of need. Journal of Virological Methods, 220: 35-38.
9. Tozato, C. C.; Zadra, V. F.; Basso, C. R.; Junior, J. P. A. Canine distemper virus detection by different methods of One-Step RT-qPCR. Ciência Rural, Santa Maria, v. 46, n. 9, p. 1601-1606, 2016.
10. Pelisari, T.; Souza, C. P.; Santos, K. G.; Fernandes, S. S. The perception of pet owners about the importance of immunizing dogs and cats. Student yearbook of scientific initiation production, v.13, n. 21, p.145-155, 2010.
11. Prittie, J. Canine parvoviral enteritis: a review of diagnosis, management, and prevention. Journal of Veterinary Emergency and Critical Care, v.14, p.167-176, 2004. PUBVET, Londrina, v.7, n.14, ed.237, 2013.
12. Suătean, M. I.; Spînu, M.; Olah, D. I.; Vasiu, I.; Potârniche, A.V.; Pop, R. A.; Vasiu, A.; Brudașcă, G. F. Description of severe haemorrhagic gastroenteritis in a 5 months old puppy. A Case Report. Rev. Rom. Med. Vet., v. 30, n. 3, p. 71-74, 2020.
13. Desario, C.; Decaro, N.; Campolo, M .; Cavalli, A.; Cirone, F.; Elia, G.; Martella, V.; Lorusso, E.; Camero, M.; Buonavoglia, C. Canine parvovirus infection: Which diagnostic test for virus ? Journal of Virological Methods, p.179-185, 2005.
14. Alere. Alere TM Veterinary Diagnosis, 2019a. disponible en: http://alerevet.com.br/Cinomose-Ag.html
15. Decaro N, Dessario C, Elia G, et al. Occurrence of severe gastroenteritis in pups after canine parvovirus vaccination administration: a clinical and laboratory diagnostic dilemma. Vaccine 2007;25(7):1161–6.
16. Decaro N, Desario C, Billi M, et al. Evaluation of an in-clinic assay for the diagnosis of canine parvovirus. Vet J 2013;198:504–7
17. Proksch AL, Unterer S, Speck S, et al. Influence of clinical and laboratory variables on faecal antigen ELISA results in dogs with canine parvovirus infection. Vet J 2015;204(3):304–8.
18. Sato H, Yoneda M, Honda T, Kai C. Morbillivirus receptors and tropism: multiple pathways for infection. Front Microbiol 2012;3.
19. Martella V, Elia G, Buonavoglia C. Canine distemper virus. Vet Clin North Am Small Anim Pract 2008;38:787–797
20. Castilho JG, Brand~ao PE, Carnieli P, Oliveira RN, Macedo CI et al. Molecular analysis of the N gene of canine distemper virus in dogs in Brazil. Arq Bras Med Vet e Zootec 2007;59:654–659.
21. Saito TB, Alfieri AA, Wosiacki SR, Negrao FJ, Morais HS ~ et al. Detection of canine distemper virus by reverse transcriptasepolymerase chain reaction in the urine of dogs with clinical signs of distemper encephalitis. Res Vet Sci 2006;80:116–119
22. Elia G, Decaro N, Martella V, Cirone F, Lucente MS et al. Detection of canine distemper virus in dogs by real-time RT-PCR. J Virol Methods 2006;136:171–176
23. Scagliarini A, dal Pozzo F, Gallina L, Vaccari F, Morganti L. TaqMan based real time PCR for the quantification of canine distemper virus. Vet Res Commun 2007;31:261–263.
24. Blixenkrone-Moller M, Pedersen IR, Appel MJ, Griot C. Detection of IgM antibodies against canine distemper virus in dog and mink sera employing enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA). J Vet diagnostic Investig 1991;3:3–9